2.簡：即用型，步驟簡單，用時少，一步離心，淋巴細胞輕松get；

3.晰：分離條帶清晰，“白膜層"明顯，手殘黨使用也能so easy；

4.高：分離的淋巴細胞活力好，利于后續實驗使用；

5.純：分離的淋巴細胞純度大于90%，紅細胞、粒細胞等雜細胞少，沒有分散的細胞團塊，減少雜質干擾，使檢測結果更準確；

6.廣：可以用來分離人的淋巴細胞和單核細胞，外周血、骨髓、臍帶血等多種血液樣本全覆蓋；

老師，Ficoll分離人外周血單個核細胞的原理是什么啊？

外周血單個核細胞 (Peripheral blood mononuclear cell，PBMC）是外周血中具有單個核的細胞，包括淋巴細胞、單核細胞和樹突狀細胞，其中淋巴細胞占70%-80%，單核細胞占10-30%，樹突狀細胞占1-2%。 

Ficoll根據血細胞的密度差異，通過離心使一定密度的細胞按相應密度梯度分布，從而將淋巴細胞從人外周血或臍帶血中分離出來。單個核細胞的體積、形狀和比重與其他細胞不同，紅細胞和多核白細胞比重較大，為1.092左右，淋巴細胞和單個核細胞比重為1.075左右。

原來是這樣，那用Ficoll進行人外周血中淋巴細胞分離時，各層分布的細胞我也不太明白，可以講解一下嘛？

很簡單，記住下面這張圖就可以了，在利用Ficoll作密度梯度離心時，各種血液成分將按密度梯度重新分布聚集：血漿和血小板密度較低，懸浮于分離液的上部；紅細胞與粒細胞密度較大，沉于分離液的底部；PBMC 密度稍低于分離液，位于分離液界面之上。因此從管底往上依次為：紅細胞-Ficoll細胞分離液-淋巴細胞-血漿。一般要先小心地將上層的血漿和血小板移除后再吸取淋巴細胞。

這么看就清晰多啦，可是我的離心結果中出現了血小板污染，這是為什么呢？

很多情況都可以導致血小板污染，可以從以下幾個方面對實驗操作進行優化：

1.血液樣本最好為新鮮抗凝血（采血2 h以內）；

2.離心溫度控制在18～20℃；

3.取目的層樣品時，需先將上層溶液去掉，再吸取目的層；

4.分離后進行洗滌時，可以在較低的離心力情況下進行離心處理，血小板密度比較低，會留在血漿中，PBMC在沉淀里，通過這一操作可以除掉一部分血小板；

5.吸取過多的血漿層也可能會導致淋巴細胞中血漿蛋白及血小板污染。

我明白了，那紅細胞污染又是什么原因呢？

出現紅細胞污染的原因比較簡單，可能是由于以下幾個問題：

1.溫度太低。低溫使Ficoll密度變大，從而導致紅細胞粒細胞在最底層聚集效果不佳，進入上邊的PBMC層；

2.離心速度太慢、離心時間太短，各層分布的細胞沒有得到沉淀，應該根據結果摸索更適宜的離心條件。

老師你在分離人外周血單個核細胞的時候還有什么經驗，快把秘訣分享給我！

那我可得好好和你聊聊了！

1.分離結果為何出現淋巴細胞產量低、活力低且出現其它類型細胞污染的情況？

可能是由于溫度過高，使Ficoll密度變小，PBMC進入分離液層，回收的PBMC數量減少。也可能是由于血液樣本放置過長，或是血液樣本保存和運輸途中條件不當等原因。

2.分離結果為何出現淋巴細胞產量低但活力正常的情況？

在分離時，未用全血及組織稀釋液或者PBS將血液稀釋到1:1，通常情況下，紅細胞比容較高，高細胞密度會導致大量的淋巴細胞陷入聚集的紅細胞團塊中，此時應進一步稀釋血液樣品，提高單核細胞產量并減小紅細胞團塊的體積。

3.分離結果為何出現淋巴細胞低產量且粒細胞污染增加的情況？

可能是由于離心機轉子振動，導致淋巴細胞帶的增寬，與下層細胞混合。應先檢查轉子是否已平衡，再選擇合適的轉速，以避免自發共振頻率。

謝謝老師，秘訣我都記好啦，那你有沒有什么產品推薦呢？

當然啦，Bioss全新推出的人外周血淋巴細胞分離液，是一種無菌、低內毒素水平的密度梯度分離液，能夠有效分離人外周血淋巴細胞，并且保證分離的淋巴細胞活率，無菌條件下所分離的細胞可用于免疫學檢測。 有了它你的細胞分離一定可以事半功倍！